Везде

ОХНМНеорганические материалы Inorganic Materials

  • ISSN (Print) 0002-337X
  • ISSN (Online) 3034-5588

ОЦЕНКА СТРУКТУРНЫХ И ФАЗОВЫХ ТРАНСФОРМАЦИЙ НИЗКОТЕМПЕРАТУРНЫХ ФОСФАТОВ КАЛЬЦИЯ В МОДЕЛЬНЫХ УСЛОВИЯХ in vitro

Вы можете
Код статьи
S3034558825060062-1
DOI
10.7868/S3034558825060062
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Шлыков М.А.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
Смирнова П.В.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
Смирнов И.В.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
Тетерина А.Ю.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
Фадеева И.С.
  • Аффилиация:
    Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
    Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук
Минайчев В.В.
  • Аффилиация:
    Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
    Институт теоретической и экспериментальной биофизики Российской академии наук
Комлев В.С.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А. А. Байкова Российской академии наук
Том/ Выпуск
Том 61 / Номер выпуска 11-12
Страницы
731-742
Аннотация
В работе описаны процессы, происходящие с фосфатами кальция (дикальцийфосфат дигидрат, октакальциевый фосфат и гидроксиапатит), полученными с применением низкотемпературного подхода, при физиологических условиях, в средах, имитирующих внеклеточные жидкости организма: simulated body fluid (SBF) и фосфатный буферный солевой раствор (PBS). С использованием рентгенофазового анализа, ИК-спектроскопии и сканирующей электронной микроскопии выявлены особенности структурных и фазовых трансформаций материалов при выдержке в модельных системах до 56 сут. Показано, что устойчивыми в физиологических условиях являются материалы на основе октакальциевого фосфата и гидроксиапатита, в то время как дикальцийфосфат дигидрат претерпевает фазовые превращения в процессе растворения–кристаллизации. Представлены численное описание и оценка кинетики растворения, что может позволить прогнозировать поведение материалов в организме, их потенциальный биологический эффект и протекающие в процессе интеграции фазовые превращения.
Ключевые слова
фосфаты кальция низкотемпературный синтез кинетика деградации модельные растворы регенерация костной ткани
Дата публикации
24.05.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
16

Библиография

  1. 1. Bastos I.N., Platt G.M., Andrade M.C., Soares G.D. Theoretical study of Tris and Bistris effects on simulated body fluids // J. Mol. Liq. 2008. V. 139. No. 1–3. P. 121–130. https://doi.org/10.1016/j.molliq.2007.12.003
  2. 2. Berzina-Cimdina L., Borodajenko N. Research of calcium phosphates using Fourier transform infrared spectroscopy // Infrared Spectrosc.-Mater. Sci., Eng. Technol. 2012. V. 12. No. 7. P. 251–263. https://doi.org/10.5772/36942 https://www.intechopen.com/
  3. 3. Bohner M., Lemaitre J. Can bioactivity be tested in vitro with SBF solution? // Biomaterials. 2009. V. 30. No. 12. P. 2175–2179. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2009.01.008
  4. 4. Donos N., Akcali A., Padhye N., Sculean A., Calciolari E. Bone regeneration in implant dentistry: Which are the factors affecting the clinical outcome? // Periodontology. 2000. 2023. V. 93. No. 1. P. 26–55. https://doi.org/10.1111/prd.12518
  5. 5. Heughebaertt J.C., Nancollas G.H. Kinetics of Crystallization of Octacalcium Phosphate // J. Phys. Chem. 1984. V. 88. No. 12. P. 2478–2481. https://doi.org/10.1021/j150656a012
  6. 6. Kokubo T., Takadama H. How useful is SBF in predicting in vivo bone bioactivity? // Biomaterials. 2006. V. 27. No. 15. P. 2907–2915. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2006.01.017
  7. 7. Liu X.Y. Interfacial effect of molecules on nucleation kinetics // J. Phys. Chem. B. 2001. V. 105. No. 47. P. 11550–11558. https://doi.org/10.1021/jp010671z
  8. 8. Loi F., Córdova L.A., Pajarinen J., Lin T., Yao Z., Goodman S.B. Inflammation, fracture and bone repair // Bone. 2016. V. 86. P. 119–130. https://doi.org/10.1016/j.bone.2016.02.020
  9. 9. Lu X., Leng Y. Theoretical analysis of calcium phosphate precipitation in simulated body fluid // Biomaterials. 2005. V. 26. No. 10. P. 1097–1108. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2004.05.034
  10. 10. Maier J.A.M., Bernardini D., Rayssiguier Y., Mazur A. High concentrations of magnesium modulate vascular endothelial cell behaviour in vitro // Biochim. Biophys. Acta – Mol. Basis Dis. 2004. V. 1689. No. 1. P. 6–12. https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2004.02.004
  11. 11. Malkaj P., Pierri E., Dalas E. The crystallization of hydroxyapatite in the presence of sodium alginate // J. Mater. Sci.: Mater. Med. 2005. V. 16. No. 8. P. 733–737. https://doi.org/10.1007/s10856-005-2610-9
  12. 12. Mueller B., Zacharias M., Rezwan K. Bovine serum albumin and lysozyme adsorption on calcium phosphate particles // Adv. Eng. Mater. 2010. V. 12. No. 1–2. P. B53–B61. https://doi.org/10.1002/adem.200980024
  13. 13. Pfeiffenberger M., Bartsch J., Hoff P., Ponomarev I., Barnewitz D., Thöne-Reineke C., Buttgereit F., Gaber T., Lang A. Hypoxia and mesenchymal stromal cells as key drivers of initial fracture healing in an equine in vitro fracture hematoma model // PLoS ONE. 2019. V. 14. No. 4. P. e214276. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0214276
  14. 14. Pivonka P., Dunstan C.R. Role of mathematical modeling in bone fracture healing // BoneKey Rep. 2012. V. 1. P. 221. https://doi.org/10.1038/bonekey.2012.221
  15. 15. Rabadjieva D., Sezanova K., Gergulova R., Titorenkova R., Tepavitcharova S. Precipitation and phase transformation of dicalcium phosphate dihydrate in electrolyte solutions of simulated body fluids: Thermodynamic modeling and kinetic studies // J. Biomed. Mater. Res. A. 2020. V. 108. No. 8. P. 1607–1616. https://doi.org/10.1002/jbm.a.36929
  16. 16. Raja N., Han S.H., Cho M., Choi Y.J., Jin Y.Z., Park H., Lee J.H., Yun H.S. Effect of porosity and phase composition in 3D printed calcium phosphate scaffolds on bone tissue regeneration in vivo // Mater. Des. 2022. V. 219. P. 110819. https://doi.org/10.1016/j.matdes.2022.110819
  17. 17. Rau J.V., Fosca M., Komlev V.S., Fadeeva I.V., Rossi Albertini V., Barinov S.M. In situ time-resolved studies of octacalcium phosphate and dicalcium phosphate dihydrate in simulated body fluid: Cooperative interactions and nanoapatite crystal growth // Cryst. Growth Des. 2010. V. 10. No. 8. P. 3824–3834. https://doi.org/10.1021/cg100746a
  18. 18. Shlykov M.A., Smirnova P.V., Senotov A.S., Teterina A.Yu., Minaychev V.V., Smirnov I.V., Novikov R.A., Marchenko E.I., Salynkin P.S., Komlev V.S., Fadeev R.S., Fadeeva I.S. Comparative Evaluation of Mathematical Model and In Vivo Study of Calcium Phosphate Bone Grafts // J. Funct. Biomater. 2024. V. 15. No. 12. P. 368. https://doi.org/10.3390/jfb15120368
  19. 19. Song Y., Hahn H.H., Hoffmann E. Effects of solution conditions on the precipitation of phosphate for recovery: A thermodynamic evaluation // Chemosphere. 2002. V. 48. No. 10. P. 1029–1034. https://doi.org/10.1016/S0045-6535 (02)00183-2
  20. 20. Steijvers E., Shi Y., Lu H., Zhang W., Zhang Y., Zhao F., Wang B., Hughes L., Barralet J.E., Degli-Alessandrini G., Kraev I., Johnston R., Shao Z., Ebetino F.H., Triffitt J.T., Russell R.G.G., Deganello D., Cao X., Xia Z. Rapid assessment of the osteogenic capacity of hydroxyapatite/aragonite using a murine tibial periosteal ossification model // Bioact. Mater. 2025. V. 45. P. 257–273. https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2024.11.025
  21. 21. Suzuki O. Evolution of octacalcium phosphate biomaterials // Octacalcium Phosphate Biomaterials: Understanding of Bioactive Properties and Application. N.Y.: Elsevier, 2019. P. 1–15. https://doi.org/10.1016/B978-0-08-102511-6.00001-7
  22. 22. Tang R., Hass M., Wu W., Gulde S., Nancollas G.H. Constant composition dissolution of mixed phases II. Selective dissolution of calcium phosphates // J. Colloid Interface Sci. 2003. V. 260. No. 2. P. 379–384. https://doi.org/10.1016/S0021-9797 (03)00048-1
  23. 23. Ucar S., Bjørnøy S.H., Bassett D.C., Strand B.L., Sikorski P., Andreassen J.P. Transformation of brushite to hydroxyapatite and effects of alginate additives // J. Cryst. Growth. 2017. V. 468. P. 774–780. https://doi.org/10.1016/j.jcrysgro.2016.11.019
  24. 24. Vekilov P.G. The two-step mechanism of nucleation of crystals in solution // Nanoscale. 2010. V. 2. No. 11. P. 2346–2357. https://doi.org/10.1039/c0nr00628a
  25. 25. Wang K., Leng Y., Lu X., Ren F., Ge X., Ding Y. Theoretical analysis of protein effects on calcium phosphate precipitation in simulated body fluid // CrystEngComm. 2012. V. 14. No. 18. P. 5870–5878. https://doi.org/10.1039/c2ce25216c
  26. 26. Wang K., Wang M.H., Wang Q.G., Lu X., Zhang X.D. Computer simulation of proteins adsorption on hydroxyapatite surfaces with calcium phosphate ions // J. Eur. Ceram. Soc. 2017. V. 37. No. 6. P. 2509–2520. https://doi.org/10.1016/j.jeurceramsoc.2017.02.013
  27. 27. Costa Reis M. Ion activity models: the Debye-Hückel equation and its extensions // ChemTexts. 2021. V. 7. No. 2. P. 9. https://doi.org/10.1007/s40828-020-00130-x
  28. 28. Wang L., Nancollas G.H. Calcium orthophosphates: Crystallization and Dissolution // Chem. Rev. 2008. V. 108. No. 11. P. 4628–4669. https://doi.org/10.1021/cr0782574
  29. 29. Xiao D., Zhang J., Zhang C., Barbieri D., Yuan H., Moroni L., Feng G. The role of calcium phosphate surface structure in osteogenesis and the mechanisms involved // Acta Biomater. 2020. V. 106. P. 22–33. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2019.12.034
  30. 30. Zhang J., Nancollas G.H. Unexpected pH Dependence of Dissolution Kinetics of Dicalcium Phosphate Dihydrate // J. Phys. Chem. 1994. V. 98. No. 6. P. 1689–1694. https://doi.org/10.1021/j100057a024
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека